La fasciolosis animal y humana


Fernando Fredes

Unidad de Parasitología, Departamento de Medicina Preventiva Animal, Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias, Universidad de Chile
Av. Santa Rosa 11735, La Pintana, Santiago - Chile. Correo 15 Casilla 2

ffredes@uchile.cl


Resumen


La presente revisión pretende aportar antecedentes acerca de la enfermedad y el diagnóstico de la fasciolosis tanto en animales como en el ser humano, con énfasis en el estudio de fracciones antigénicas de interés inmunodiagnóstico.

 

Abstract


Palabras claves: Fasciolosis, Fasciola hepática



INDICE


Introducción

La fasciolosis hepática es una enfermedad parasitaria que afecta a los conductos biliares de rumiantes, cerdos, equinos, conejos y otros herbívoros, así como también al hombre (Urquhart et al., 2001). Por lo tanto es una enfermedad zoonótica y en comparación con la infección animal, la prevalencia real de esta enfermedad en el hombre es aún desconocida y de difícil diagnóstico. En Chile esta es la principal enfermedad parasitaria que afecta a las especies de abasto.

Su agente etiológico es la Fasciola hepatica, un trematodo que se localiza en los canalículos biliares. Su mayor importancia radica en el impacto económico que ocasiona en productores de todo el país (a excepción de la XII Región), debido a los decomisos de hígados infectados y a la disminución de parámetros productivos como leche, carne, lana y ganancia diaria de peso. Otras pérdidas ocasionadas por esta parasitosis, tienen relación con el menor número de animales destetados y por los costos que se producen en la compra de fasciolicidas.

El diagnóstico de la fasciolosis se establece por métodos directos, mediante la búsqueda del parásito o sus huevos en las heces o bilis obtenida por sondeo duodenal. Lamentablemente este método no es 100% eficaz ya que no detecta formas prepatentes de infección, es decir cuando el parásito aún no alcanza su madurez sexual. Además, su uso es limitado en hospederos infectados con pocas fasciolas o que se encuentran en período de invasión.

Entre los métodos indirectos de diagnóstico, la serología es la herramienta de elección para la detección de anticuerpos específicos. Sin embargo, su valor diagnóstico ha sido limitado por la presencia de reactividad cruzada con otros parásitos.

En la actualidad la prueba de ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay) es una de las herramientas diagnósticas más empleadas y aplicable a gran escala, cuya sensibilidad y especificidad depende de la fuente del antígeno utilizado. Es así como el uso de esta técnica permite un diagnóstico más temprano de esta parasitosis, al detectar estados juveniles del parásito y con ello realizar la aplicación de tratamientos en forma temprana y oportuna.

La presente revisión pretende aportar antecedentes acerca del diagnóstico con énfasis al estudio de fracciones antigénicas de interés inmunodiagnóstico.


Generalidades

La fasciolosis, es una enfermedad parasitaria producida por parásitos pertenecientes al phylum Platyhelminthes, específicamente a la clase Trematoda. Dentro de esta clase encontramos dos subclases Monogenea y Digenea. Los vermes pertenecientes a la subclase Monogenea sólo afectan a los peces, en tanto que los de la subclase Digenea se hospedan en vertebrados y son comúnmente denominados "duelas" o "piriguines" (Alcaíno y Apt, 1989).

Los géneros involucrados en esta enfermedad son: Fasciola y Fascioloides (Urquhart et al., 2001). En Chile, sólo se encuentra F. hepatica, la cual tiene una amplia distribución en el país, afectando a animales de abasto y silvestres, con una alta prevalencia en la Región VII (87,4% en bovinos), generando grandes pérdidas económicas asociadas a sus distintos niveles de infección en los animales. Es importante destacar que esta parasitosis es una zoonosis. (Alcaíno y Apt, 1989).

La F. hepatica es un verme aplanado con forma de hoja, posee un cono cefálico, dos ventosas de sujeción y una cubierta cuticular espinosa, pudiendo alcanzar un tamaño de 3,5 cm de largo por 1,0 de ancho (Urquhart et al., 2001). Afecta diversas especies de animales domésticos, como los bovinos, ovinos, caprinos, porcinos y equinos. Además, parasita al hombre y especies silvestres como los conejos, canguros, elefantes y ciervos. Normalmente el parásito adulto se ubica en los canalículos biliares de los hospederos frecuentes, pero en otros casos puede ubicarse en pulmón o bajo la piel, entre otras ubicaciones. Este parásito se encuentra en gran parte del mundo, donde existen condiciones de humedad y temperatura adecuadas para su desarrollo (Urquhart et al., 2001).

Algunos estudios han demostrado diferencias en la resistencia o sensibilidad a esta parasitosis dependiendo de la especie animal. Es así como se ha descrito que el cerdo, el jabalí, el perro y el gato, montan una rápida respuesta contra el parásito evitando su desarrollo. Otro es el caso de los bovinos, los equinos y el hombre que reaccionan en forma tardía permitiendo su proliferación. Finalmente los ovinos, los caprinos y los lagomorfos son los más receptivos al parásito (Cordero et al., 1999).

Ciclo biológico

Los parásitos adultos se ubican en los canalículos biliares de los hospederos definitivos donde producen huevos por autofecundación, los que son liberados por la bilis y salen al medio ambiente en las heces del animal. Estos huevos son operculados y en su interior desarrollan otro estadío evolutivo, el miracidio. Esto ocurre en un lapso de 9 a 14 días y requiere para ello temperaturas de 22 a 26ºC y una humedad ambiental alta. Cuando la condición ambiental, en particular la temperatura, no es la óptima la evolución es retardada llegando incluso a ser inhibida completamente a una temperatura inferior a 10ºC. Por lo anterior el ciclo queda interrumpido, en el periodo de otoño-invierno donde no se producen nuevas infecciones (Alcaíno y Apt, 1989).

Después de su eclosión el miracidio busca al hospedero intermediario, un caracol anfibio, que en nuestro país corresponde al Galba (Pectinidens) viatrix. Este también necesita alta humedad y temperaturas, sobre los 10ºC para completar su desarrollo (Alcaíno y Apt, 1989).

El miracidio una vez eclosionado busca al caracol y penetra en él a través de la piel, generando en su interior un esporoquiste que produce partenogenéticamente 5 a 8 redias las que en condiciones desfavorables originaran redias hijas y nietas. Si estas encuentran condiciones ambientales apropiadas, originaran cercarias que abandonan el caracol y nadan hasta enquistarse en un vegetal originando las metacercarias (Urquhart et al., 2001). Este último estado es el infectante, el cual resiste hasta un año con buena humedad y bajas temperaturas (Alcaíno y Apt, 1989). Finalmente el ciclo evolutivo dentro del caracol es de aproximadamente 5 a 6 semanas, por lo que por ejemplo en la séptima región la mayor parte de la infección se produciría a fines de octubre y durante el mes de noviembre (Alcaíno et al., 1993).

Por lo tanto el hospedero definitivo se infecta al consumir vegetales contaminados con metacercarias, las que al desenquistarse en el tubo digestivo dejan en libertad fasciolas juveniles. Estas al penetrar la pared intestinal, caen en la cavidad peritoneal y a través de ella migran al hígado. Luego de 3 o 4 días estos estadíos juveniles atraviesan la cápsula de Glisson y migran durante 6 semanas por el parénquima hasta alcanzar finalmente los canalículos biliares donde culmina su desarrollo en aproximadamente 4 semanas. Durante este tiempo las fasciolas alcanzan su madurez sexual y comienzan a producir huevos (Dunn, 1983; Alcaíno y Apt, 1989; Urquhart et al., 2001).

La etapa prepatente de esta infección, es decir, aquel periodo que transcurre desde que el estadío evolutivo infectante es ingerido hasta que el parásito, una vez maduro sexualmente, comienza a eliminar huevos por las heces, dura aproximadamente 10-12 semanas (Duménigo et al., 1999).


La Fasciolosis animal y su epidemiología

Un factor importante de considerar en la epidemiología de la fasciolosis, tiene relación con las principales condicionantes en la producción de metacercarias:

- Disponibilidad de hábitats adecuados para los caracoles: condiciones adecuadas de temperatura y humedad. Estas condiciones ambientales las encuentra el caracol de preferencia en arroyos y aguas corrientes, y su aparición se producirá en los últimos meses de invierno, para disminuir en marzo comenzando así su fase de hibernación.
- Temperatura: una temperatura ambiental media igual o superior a 10°C es necesaria tanto para la reproducción de caracoles como para el desarrollo de F. hepatica. Ambos procesos se detienen a temperaturas iguales o menores de 5°C. Esta también es la temperatura mínima para el desarrollo y eclosión de los huevos de F. hepatica. Humedad: las condiciones óptimas de humedad, se producen cuando las precipitaciones superan a la transpiración y alcanzan niveles de saturación. Esta condición es también esencial para que los miracidios encuentren a los caracoles y para la dispersión de las cercarias liberadas de estos (Urquhart et al., 2001). Por lo tanto, es en primavera y verano cuando encontramos las condiciones ambientales que permiten su eclosión más rápida.

En nuestro país la infección se encuentra ampliamente distribuida en las especies animales de interés pecuario, en todas sus regiones, excepto en la Región XII (donde la temperatura promedio no supera los 10ºC por más de 2 meses); sin embargo existen zonas más afectadas, como es la Región VII (Alcaíno et al., 1993). En esta región, los huevos detienen su desarrollo en los meses de invierno, eclosionando y liberando masivamente los miracidios en los meses de septiembre y octubre. En estos mismos meses los caracoles aumentan su población y por lo tanto un gran número de ellos es atacado por los miracidios. Como el ciclo dentro del caracol demora de cinco a seis semanas, se libera una gran cantidad de cercarias entre los meses de octubre y noviembre, así estas se enquistan en los pastos (como metacercarias) infectándolos masivamente. Por tanto los animales empiezan a eliminar huevos a través de sus excrementos a fines de diciembre o principios de enero. En otoño e invierno no se producen nuevas infestaciones de pastos, pero los animales no tratados presentan en sus hígados fasciolas adquiridas en años o meses anteriores, las que siguen poniendo huevos, los que al salir al medio ambiente detienen su evolución durante el invierno y eclosionan en septiembre y octubre (Alcaíno et al., 1993).

Conocido es el hecho que esta parasitosis, en Chile, ha desplazado a la hidatidosis como la zoonosis parasitaria de mayor importancia en los animales de abasto, beneficiados en los mataderos controlados por los servicios de salud. Así por ejemplo, la prevalencia de la fasciolosis en el periodo 1989 - 1995 fue de 30,1% en bovinos, 2,1% en ovinos, 1,4% en porcinos, 12,3% en equinos y 14% en caprinos (Morales et al., 2000). Estimando que el peso aproximado del hígado de vacuno es de 6 kg, el del cerdo 2 kg y el del ovino 1 kg, se puede establecer que en un año se decomisa aproximadamente un total 1,5 toneladas de hígados. Estas cifras demuestran, que a pesar que se dispone de eficientes drogas para tratar a los animales afectados, esta zoonosis no ha disminuido frente a las estrategias de control basadas exclusivamente en tratamientos farmacológicos.

Se deben agregar a lo anterior otras pérdidas a nivel productivo, ya sea producción de leche, de carne y/o lana, dependiendo de la especie animal afectada (González, 1982). Así por ejemplo, se ha visto que ovejas infectadas experimentalmente disminuyen su consumo diario de alimento por sobre un 50% a las 9 a 12 semanas post infección. Otros autores han reportado un consumo promedio inferior al 15% a las 20 semanas post infección, al comparar con un grupo control (Ferre et al., 1994).

La fasciolosis tiene diferentes formas de presentación, asociadas a la cantidad y frecuencia de ingestión de metacercarias por el hospedero (Rojas, 1990). Sin embargo, también existen diferencias según la capacidad infectante de los parásitos, dependientes de las condiciones ambientales que han soportado en su desarrollo en el caracol y al enquistarse en los vegetales (Cordero et al., 1999).

Así, se pueden describir fundamentalmente dos tipos de cuadros clínicos:

1. Fasciolosis aguda: es aquella que se produce por el consumo de gran cantidad de metacercarias, en un corto periodo de tiempo. La migración masiva de fasciolas juveniles a través del parénquima provoca una hepatitis traumática con destrucción celular, hemorragias, anemia y muerte en casos graves. Los estadios más patógenos son los de 6 a 8 semanas, ya que ellos son los responsables de la gran destrucción del parénquima hepático y debido a ella de la abundante hemorragia (Soulsby, 1987; Urquhart et al., 2001). Este cuadro se produce fundamentalmente en la especie ovina, es de curso rápido y puede llegar a la muerte del animal aproximadamente a los 12 días después de la aparición de los primeros síntomas (Cordero et al., 1999). Esta forma clínica es imposible de diagnosticar por exámenes coproparasitarios, ya que los estadios juveniles no producen huevos (etapa prepatente de la infección) (Alcaíno y Apt, 1989).

2. Fasciolosis crónica: es la forma clínica menos severa, pero la más común de esta parasitosis, y se produce por el consumo de pastos leve o moderadamente contaminados en un periodo largo de tiempo. Esto permite que el animal reaccione y resista la infección. Los parásitos se establecen en los canalículos biliares produciendo un engrosamiento, fibrosis y obstrucción de ellos (etapa patente de la infección). En esta ubicación el verme en un estado maduro, elimina huevos por la bilis los que aparecerán en las heces, lo cual permite realizar el diagnostico coprológico para los individuos que presenten un cuadro crónico.

 

El año 1995 de acuerdo a los hallazgos de matadero se encontró una prevalencia de fasciolosis de 30,1% en bovinos, 2,1% en ovinos, 14% en caprinos, 1,4% en cerdos, 9,2% y 8,37% en camélidos. Esto confirma que la fasciolosis es la zoonosis parasitaria de mayor prevalencia en los animales de consumo humano (Morales et al., 2000). Todas estas alteraciones generan pérdida de peso, debilidad, baja en la producción de leche y lana, entre otras.

La disminución de los parámetros productivos que genera esta parasitosis es considerable, así un animal parasitado puede disminuir hasta un 28% su producción de carne, reduciendo además la cantidad y calidad de leche producida, situación que es castigada por las empresas lecheras. El decomiso de los hígados en mataderos en nuestro país llega a 1.370.894 kg de hígados bovinos (US$ 2.741.788), 19.259 kg en ovinos (US$ 32.740), 42.243 kg en cerdos (US$63.365), 3.051 kg en caprinos (US$ 3.661) y 14.895 kg en equinos (US$ 17.894).

Es difícil evaluar las pérdidas que se generan por disminución de los parámetros productivos, además de los gastos que se generan gastos por compras de fasciolicidas y atención veterinaria.

La fasciolosis humana y su epidemiología

En comparación con la infección animal, la distomatosis hepática o fasciolosis humana es poco común, sin embargo han sido publicados en dos décadas, un total de 2.594 personas infectadas en 42 países (áreas) de Europa, América Latina, África del Norte, Asia y el Pacífico Oeste. Chile aporta a esta cifra 4 casos (Chen y Mott, 1990). A pesar de lo anterior se ha descrito que el número de casos reportados y de personas infectadas ha ido aumentando en los últimos 25 años. Esteban et al. (citado por Mas-Coma et al., 1999a) en al año 1998, describió que de un total de 7.071 casos humanos reportados desde 51 países en los últimos 25 años, 487 casos eran de África, 3.267 de América, 354 de Asia, 2.951 de Europa y 12 de Oceanía. Estimaciones recientes sugieren que hay entre 2,4 millones hasta 17 millones de personas infectadas por F. hepatica en todo el mundo.

Debido a esto la fasciolosis humana ya no puede considerarse simplemente como una enfermedad zoonótica secundaria, sino como una importante enfermedad parasitaria del hombre. Todos estos antecedentes han llevado a la necesidad de revisar los conocimientos actuales sobre la epidemiología de la enfermedad, y en la actualidad se ha llegado a proponer una nueva clasificación epidemiológica de la fasciolosis humana:

1. Casos importados: casos humanos diagnosticados en zonas libres de F. hepatica (incluso está ausente entre los animales), es decir que fueron infectados en una zona de transmisión de fasciolosis.
2. Casos autóctonos: aislados, no constantes: los pacientes adquieren la infección en el área en que habita y en donde también está presente la fasciolosis animal. Estos casos sólo aparecen esporádicamente, sin constancia.
3. Casos endémicos: pueden distinguirse tres tipos de situaciones según la prevalencia en la población total, obtenida por diagnóstico coproparasitario:

a) Hipoendémico: la prevalencia es menor al 1%, la media aritmética de la intensidad es menor a 50 huevos por gramo de heces (hpg), pacientes con altos niveles de hpg sólo son casos esporádicos; la participación humana en la transmisión, a través de la eliminación de huevos es sin importancia; en general existen buenas condiciones sanitarias en el ambiente.
b) Mesoendémico: prevalencia del 1 al 10%, puede presentarse una alta prevalencia en niños de 5 a 15 años; la intensidad en comunidades humanas suele ser de 50-300 hpg, pueden aparecer casos con altos niveles individuales de hpg, aunque las intensidades mayores a 1.000 hpg son raras; las personas pueden participar en la transmisión a través de la eliminación de huevos.
c) Hiperendémico: prevalencia mayor al 10%, puede existir una alta prevalencia en niños de entre 5 y 15 años; generalmente la intensidad es mayor a 300 hpg, pueden aparecer casos con niveles individuales de hpg muy altos, siendo relativamente frecuentes las intensidades mayores a 1.000 hpg; los casos humanos participan significativamente en la transmisión a través de la eliminación de huevos. Generalmente se presenta en malas condiciones sanitarias.

4. Epidémicos: Hay diferentes tipos de brotes de acuerdo a la situación endémica/no endémica de la zona:

a) Epidemia en áreas donde la fasciolosis es endémica en los animales, pero no en los humanos: zonas donde los reportes previos de casos humanos han sido siempre aislados y esporádicos; esos brotes usualmente involucran a pocos individuos, que resultan infectados desde el mismo foco de contaminación (familia o pequeño grupo, berros u hortalizas silvestres, de cultivo doméstico o comercial, portadoras de metacercarias).

b) Epidemia en áreas humanas endémicas: brotes en zonas donde la enfermedad es endémica en los humanos, pueden involucrar a un gran número de individuos; usualmente está relacionado a condiciones climáticas favorables para el desarrollo del ciclo biológico tanto del parásito como del caracol. La epidemia puede tener lugar en áreas hipoendémicas, mesoendémicas o hiperendémicas (Mas Coma et al., 1999a).

Considerando las prevalencias animales, es que se han podido identificar zonas epidemiológicas importantes como es la región del Maule (Alcaíno y Apt, 1989). Sería valido entonces pensar que existe una alta probabilidad de encontrar altos índices de infección humana en zonas rurales de esta región. Un estudio, realizado en una población humana el año 1992, reveló una prevalencia de 2,7% mediante ELISA, esta cifra disminuyó a un 0,7% al considerar sólo los casos confirmados por la detección de huevos del parásito en las heces (Apt et al., 1992).

En el resto del mundo se distinguen áreas de muy baja prevalencia humana como son 0,83 - 1,16 casos/100.000 habitantes en Córcega, 0,34 - 3,1 casos/100.000 habitantes en la baja Normandía (Francia). Existen además zonas de prevalencia intermedias como son un 7,3% en el delta del Nilo, Egipto; 8,7% en Cajamarca, Perú. En tanto que ejemplos de alta prevalencia se dan en la región de Puno (con 15,64%) y valle de Mantaro (con 34,2%), ambas en Perú. También se ha registrado una alta prevalencia en el altiplano boliviano, en donde se ha detectado hasta un 66,7% a través de exámenes coproparasitarios, y más de un 53% de prevalencia usando técnicas inmunológicas (Mas Coma et al., 1999a).

En el hombre esta zoonosis se manifiesta a veces como brotes familiares de fasciolosis asociada a la ingesta de verduras contaminados con metacercarias (Espino et al., 1997; Rodriguez et al., 1998; Atias , 1991).

La magnitud del cuadro clínico está condicionado, al igual que en nuestros animales, por el número de metacercarias ingeridas con las verduras crudas contaminadas, habitualmente berros (Nasturium officinalis) en el caso de la infección humana (Atías, 1991). La penetración de la pared del duodeno o yeyuno por parte de las metacercarias puede provocar hemorragias localizadas e inflamación. La migración del parásito a través del parénquima hepático induce la mayoría de los cambios patológicos; el parásito digiere tejido hepático y causa destrucción parenquimática extensa con lesiones hemorrágicas intensas, además de reacciones inmunológicas e inflamatorias. Durante su migración a veces quedan cavidades que luego son llenadas con detritus necróticos, y diversas zonas son reemplazadas por tejido cicatricial. Lesiones de menor severidad pueden ocurrir en el conducto biliar, aunque la inflamación puede terminar en fibrosis y engrosamiento del mismo.

La anemia es uno de los signos más característicos, la perdida de sangre en la bilis parece ser el más importante, sino el único, factor contribuyente a la anemia.

Según Mas-Coma et al., (1999b) se distinguen los siguientes periodos clínicos:

· Fase de incubación: desde la ingestión de las metacercarias hasta la aparición del primer síntoma.
· Fase aguda o invasiva: comienza cuando ocurre la migración parasitaria hasta el conducto biliar.
· Fase latente: incluye la etapa de maduración hasta el inicio de la oviposición.
· Fase obstructiva o crónica: cuando el parásito se establece en el conducto biliar.

Algunas características de cada fase son:

1. Fase de incubación: varía dependiendo del número de metacercarias consumidas y de la repuesta del hospedero. Su duración es variable.
2. Fase aguda o invasiva: la sintomatología se debe principalmente a la destrucción mecánica del tejido hepático y del peritoneo abdominal, debida a la migración de las larvas. Dura 2 a 4 meses, y sus principales signos son:
· Fiebre: la que generalmente es baja a moderada, llegando a 40°C, y en casos muy parasitados a 42°C. Puede remitir, ser intermitente o irregular con alta temperatura en las tardes.
· Dolor abdominal: que va desde suave a severo, generalmente localizado en el hipocondrio derecho o bajo el xifoides.
· Trastornos gastrointestinales: como perdida de apetito, flatulencia, nausea y diarrea son síntomas comunes.
· Urticaria: es un signo distintivo en el estado temprano de la invasión parasitaria, puede acompañarse de ataque de asma bronquial.
· Síntomas respiratorios: tos, disnea, hemoptisis y dolor torácico ocurren ocasionalmente.
· Al examen físico pueden aparecer además: hepato y esplenomegalia; ascitis, la que se caracteriza por ser un liquido amarillo con un alto conteo de leucocitos, y con predominio de eosinofilos; una anemia leve a moderada; signos torácicos, por auscultación o radiografía; e ictericia, la cual es poco frecuente.

3. Fase latente: puede durar meses o años; los pacientes frecuentemente son descubiertos durante un "screening" familiar tras detectar a uno de sus integrantes infectado. Pueden tener dolores gastrointestinales o una o más recaídas de los síntomas agudos.
4. Fase crónica u obstructiva: puede desarrollarse meses o años después de la infección inicial. El parásito adulto en el conducto biliar causa inflamación e hiperplasia del epitelio. La resultante colangitis y colecistitis, combinada con el gran tamaño del parásito son suficientes para producir una obstrucción mecánica del conducto biliar (sitio de obstrucción más común) (Mas-Coma et al., 1999b).

Otra clasificación hecha por Atías (1991) considera lo siguiente:

· Periodo de invasión: comprendido entre la ingestión de las metacercarias y la llegada del distoma joven a los conductos biliares. En esta etapa aparecerían síntomas debidos a la migración del parásito joven a través del organismo.
· Periodo de estado: comienza con la parasitosis de la vía biliar por parte del parásito adulto.

Existen también fasciolosis de tipo ectópicas, por parte de estados inmaduros del parásito que pueden desviarse durante la migración. En el hombre, los sitios más frecuentes para esta presentación están en el tracto gastrointestinal. Otros lugares pueden ser el tejido subcutáneo, corazón, vasos sanguíneos, pulmón y cavidad pleural, cerebro, pared abdominal, apéndice, páncreas y bazo. Aquellos parásitos ectópicos nunca logran madurar, y sus efectos patológicos son debido a los surcos de migración que causan daño tisular con inflamación y fibrosis. Este parásito puede ser calcificado o incorporado en un granuloma (Mas-Coma et al., 1999b).

La duración de la infección humana es desconocida, pero algunos investigadores han estimado que el parásito podría sobrevivir por 5 a 12 años (Karnaukhov, 1978, citado por Mas-Coma et al., 1999b) y desde 9 a 13,5 años (Dan et al., 1981, citado por Mas-Coma et al., 1999b).

 

Diagnóstico

El diagnóstico de fasciolosis humana se plantea frente a un enfermo con un cuadro clínico compatible, consistente en trastornos digestivos, especialmente hepatobiliares; que pueden o no presentar crisis febriles o urticaria, de evolución aguda o crónica, acompañada o no de eosinofilia elevada y en el que haya antecedentes de ingestión de berros. Aunque, también es posible que la parasitosis curse en forma subclínica, si la infección humana es por pocos ejemplares. La infección puede presentarse como una epidemia familiar, por lo que se debe considerar en el estudio médico al grupo humano con el cual vive el caso índice (Borie et al, 1990).

El diagnóstico de certeza en humanos se establece por:
1. Diagnóstico directo: cuando se encuentra el parásito o sus huevos en las heces o bilis obtenida por sondeo duodenal (Atías, 1991). La principal técnica para el diagnóstico coproparasitario de fasciolosis es la sedimentación en copa, para tal caso hay que considerar los siguientes puntos:

- Si existen parásitos en estados inmaduros; en este caso no se encontraran huevos pues el parásito aún no alcanza su madurez sexual.

- Fase de la infección: en el hombre la fase de incubación es tan corta que el periodo de prepatencia y de hallazgos clínicos pueden aparecer mucho antes que los huevos sean hallados en las heces. Así que este examen solo es útil después de los 3 a 4 meses post-infección.

- La dinámica en la producción de huevos: en el hombre el número de huevos producidos y su dinámica son poco conocidos; pero se sabe que la liberación de huevos puede ser baja y/o intermitente.

- Las personas que coman hígado animal infectado poco tiempo antes de tomarse una muestra pueden dar una "falsa" fasciolosis cuando esos huevos aparezcan en las heces, en tal caso el diagnóstico requiere dejar al paciente con una dieta libre de hígado y realizar exámenes seriados de heces.

- Un parásito ectópico maduro nunca ha sido encontrado, por eso sus huevos nunca serian producidos (Mas-Coma et al., 1999b).

Por todo lo anterior se recomienda un estudio coproparasitario seriado de a lo menos 10 muestras para mejorar la sensibilidad del examen (Atías, 1991).

2. Diagnostico indirecto: existen hallazgos de laboratorio como son:
- Las alteraciones del hemograma: ya que se da eosinofilia marcada, leucocitosis con desviación a la izquierda; anemia la cual es común, pero generalmente no es tan severa (Atías, 1991).

- Las pruebas de funcionalidad hepática: en la fase aguda se puede detectar un aumento de enzimas como la transaminasa glutamica piruvica (GPT) y la transaminasa glutamica oxalacetica (GOT); además de globulina y bilirrubina sérica; mediante la electroforesis de suero, se ha observado que existe un aumento de a2 y ? globulinas. En tanto que durante la fase obstructiva la ictericia es característica.


- Los niveles de inmunoglobulinas (Ig): IgG, IgM e IgE están generalmente aumentadas; incluso se ha visto que los niveles de IgE se correlacionan positivamente con la carga de huevos, la edad, las características clínicas y el grado de eosinofilia. En lo que a la clase IgG se refiere, la IgG4 se presenta como el isotipo predominante (Mas-Coma et al., 1999b).

Además existen métodos indirectos de diagnóstico como son las imágenes obtenidas por radiografía, ultrasonido, scanner, tomografía computarizada o por resonancia magnética nuclear, donde se pueden encontrar hepatomegalia o imágenes de sustitución (Atías, 1991).

El inmunodiagnóstico se ha planteado como una interesante alternativa en la búsqueda de métodos diagnósticos más sensibles y específicos, tal es el caso del método de ELISA. Sin embargo, generalmente, se han usado antígenos constituidos por complejos antigénicos, que frecuentemente conducen a problemas de sensibilidad o especificidad. El preparado antigénico utilizado primariamente fue un extracto del gusano adulto, luego fueron productos excreción - secreción (E-S) y fracciones parcialmente purificadas. Más recientemente han sido usados antígenos nativos purificados y antígenos recombinantes (Hillyer, 1999). Los antígenos E-S han sido considerados importantes inductores de la respuesta inmune humoral en la fasciolosis, y tanto su especificidad como su utilidad diagnóstica han sido demostradas en numerosos estudios de fasciolosis humana y animal (Díaz et al., 1998).

El análisis mediante inmunoelectroforesis en geles de agarosa (inmunoprecipitación simple y cruzada) ha permitido determinar que los extractos parasitarios crudos de F. hepatica, muestran una composición antigénica variada; siendo más complejos los antígenos somáticos y de excreción - secreción (E-S) provenientes de parásitos adultos (Gorman y et al., 1992).


La aplicación de SDS-PAGE y su posterior electrotransferencia permitió mediante EITB identificar aquellas fracciones antigénicas que solamente son reconocidas por los pacientes, lográndose una alta especificidad y sensibilidad (Silva y et al., 1993).

Así también, Espino et al. (1987) usando sueros de 20 pacientes con fasciolosis comprobada parasitólogicamente y antígeno E-S, aplicó un ELISA para detectar anticuerpos contra la enfermedad; y concluyeron que este antígeno es específico en el diagnóstico de fasciolosis, porque en la lectura de densidades ópticas se presentaron diferencias significativas ente el grupo control positivo con el grupo control negativo y el grupo con otras parasitosis.

Otros estudios también se han enfocado sobre la detección directa de antígenos parasitarios, ya sea en suero/plasma o heces (Hillyer, 1999). Espino et al. En 1990 desarrollaron un ELISA para detectar antígeno parasitario circulante en pacientes con fasciolosis, el cual al aplicarlo sobre 25 pacientes, resulto que el 100% de ellos fue reconocido como positivo a fasciolosis; además de ello, no se presentaron reacciones cruzadas con otras parasitosis (Espino et al., 1990, citado por Hillyer, 1999).

En tanto, Pelayo et al. (1998) sobre un total de 24 pacientes detectó la presencia de antígenos y complejos inmunes circulantes (CIC) en el 100% de los casos con fasciolosis aguda (n=5), en tanto que la presencia de coproantígenos se hizo evidente en el 100% de los casos crónicos (n=19).

Así también, Espino y Finlay (1994) encontraron que la concentración media de antígeno en las heces de humanos con fasciolosis era de 250 ng ml-1, aproximadamente diez veces más que lo hallado en suero (Espino y Finlay, 1994, citado por Hillyer, 1999).

Un estudio realizado en Cuba, describe la presencia de antígenos de F. hepatica en las heces de pacientes con fasciolosis crónica; y mediante el uso de EITB se detectaron en ellas 9 antígenos de posible interés diagnóstico, cuyos pesos moleculares (PM) eran de 62, 51, 46, 32, 25, 23, 20, 19 y 14 kDa. Además los péptidos de 51, 23, 20 y 14 kDa también fueron reconocidos por sueros de pacientes con fasciolosis crónica (Espino et al., 2000).

La detección de anticuerpos es el método preferido para el inmunodiagnóstico de fasciolosis, la razón es su relativa simplicidad y la temprana seroconversión (usualmente 1-2 semanas) durante la infección primaria, comparado con la patencia tardía (2-3 meses) (Hillyer, 1999). Sin embargo, hay que tener en consideración que su positividad no puede ser de modo alguno considerada como un criterio de infección activa, ya que se ha demostrado que muchos pacientes ya curados mantienen elevados niveles de anticuerpos contra el parásito por períodos que pueden llegar hasta 2 o 3 años (Espino et al., 1997).

Shaheen et al. (1989) usando antígeno parcialmente purificado de Fasciola, en una prueba de dot-ELISA, obtuvo 100% de sensibilidad previo a la detección de huevos, sin embargo la especificidad fue de 97,8%.

Hillyer y Soler (1988) aplicando EITB sobre antígeno E-S del parásito, reconocieron dos polipéptidos antigénicos, uno de 17 kDa y otro de 63kDa, sin embargo este último presentó reactividad cruzada con otras parasitosis, sugiriendo que este antígeno de 17 kDa es un excelente candidato para el diagnóstico de la fasciolosis aguda y crónica, y que pudiera ser especifico para esta. Además aplicando un FAST ELISA con el mismo tipo de antígeno, sugiere que existe un limitado número de epitopos causantes de reactividad cruzada en el antígeno E-S.

Khalil et al. (1990) realizaron un trabajo en Egipto, que apuntaba a determinar el efecto de la purificación de antígenos crudos de F. gigantica y F. hepatica adultas sobre las reacciones cruzadas encontradas en contrainmunoelectroforesis (CIEP), hemoaglutinación indirecta (IHA) y ELISA, con sueros de enfermedades parasitarias y no parasitarias. Así determino que usando CIEP es más especifico el antígeno semipurificado de F. hepatica que el antígeno crudo, lo mismo sucedió con la aplicación de ELISA, donde se obtuvo mejores resultados con el antígeno semipurificado. En cambio al aplicar IHA el antígeno purificado presentó menor especificidad que el antígeno crudo.

Shaker et al. (1994a) a partir de un antígeno crudo de F. hepatica, realizó SDS-PAGE y EITB, evidenciando 7 bandas entre los 54 y 12 kDa, siendo específicamente reconocidas por los sueros positivos a fasciolosis, las bandas de 54 y 33 kDa. El mismo año, y los mismos autores, utilizaron ELISA e EITB para detectar anticuerpos circulantes contra F. hepatica en suero de pacientes infectados; enfrentados ahora a un antígeno purificado por inmunoafinidad desde homogeneizados del parásito adulto. ELISA resultó ser 100% sensible y tuvo una especificidad de 93%, mientras que con EITB se obtuvo un 100% de especificidad y sensibilidad. Entonces los autores plantearon que ELISA puede ser usado como una buena prueba de "screening", mientras que EITB serviría como un test confirmatorio en el inmunodiagnóstico de fasciolosis (Shaker et al., 1994b).

Hillyer et al. (1992) utilizó FAST-ELISA y EITB con antígeno E-S de Fasciola con el fin de determinar la prevalencia de la infección en el Altiplano boliviano; de 20 individuos positivos mediante examen coproparasitario, 19 fueron reconocidos por el FAST-ELISA, lo que determina una sensibilidad de 95%, mientras que en el caso de EITB los 20 sueros reconocieron una proteína de aproximadamente 12 kDa (100% de sensibilidad), en tanto otras proteínas como las de 63 y 17 kDa solo fueron reconocidas por los individuos que presentaban altos valores de densidad óptica (DO) en el FAST-ELISA.

También empleando EITB, en Portugal, se reconocieron específicamente polipéptidos de 27, 25, 19, 16 y 12 kDa por parte de 20 sueros de pacientes con fasciolosis comprobada. De todas estas sólo las proteínas de 27 kDa y 25 kDa fueron reconocidas por la totalidad de los sueros, lo que demostró su potencial inmunodiagnóstico. Además se realizó un ELISA utilizando como antígeno el extracto E-S del parásito, el que arrojó una sensibilidad de 95% y una especificidad de 97% (Sampaio-Silva et al., 1996).

En Túnez, el año 1997, se aplicó un ensayo de EITB con el fin de identificar antígenos específicos de F. hepatica, sobre un total de 28 sueros provenientes de pacientes positivos a fasciolosis. Al menos se reconocieron 11 diferentes proteínas antigénicas, siendo las de 57 y 29 kDa las más sensibles y especificas, con un 100% de especificidad y una sensibilidad de 79% y 93% respectivamente. Además se encontró que la proteína de 9-12 kDa sólo fue reconocida por el 47% de los casos. Esto demostró que EITB es una herramienta diagnóstica útil (Hammami et al. 1997).

Espino et al. (1997) a través de un ultramicro ELISA para la detección de anticuerpos IgG anti-antígeno E-S de Fasciola, demostró una sensibilidad de 100%, una especificidad de 98% y valores predictivos positivo y negativo de 90,3 y 100% respectivamente. Al comparar esta técnica con un ELISA convencional se obtuvo un índice de concordancia de 95,5 %.

Díaz et al. (1998), con el fin de realizar la identificación de los principales componentes presentes en el antígeno E-S de parásitos adultos de F. hepatica, que sean reconocidos por los sueros de ratas infectadas experimentalmente con metacercarias, usó la técnica de EITB, donde se detectaron bandas de entre 136 y 11 kDa, entre las fracciones predominantes destacan: 86-136 kDa, 65-71 kDa, 55-57 kDa, 23-33 kDa, 14-16 kDa y 11-13 kDa.

Carnevale et al. (2001) usando antígeno E-S del parásito y para evaluar la detección de anticuerpos anti- F. hepatica en humanos, aplicó un ELISA y un micro-ELISA. La sensibilidad de ambas pruebas fue de 100%, pero la especificidad fue de 100% para ELISA y de 97% para el micro-ELISA. Por lo anterior se concluyó que el micro-ELISA podría ser aplicado como una prueba de "screening" cuando hay un gran número de muestras involucradas (debido al bajo consumo de reactivos), mientras que ELISA puede ser usado como prueba de confirmación tras el uso de micro-ELISA.

Algunos de los estudios de fasciolosis humana realizados en nuestro país, son por ejemplo, el de Mercado en el año 1989, el que aplicando SDS-PAGE y posterior EITB a un extracto crudo de F. hepatica distinguió al menos 18 bandas con PM entre los 96 y 14 kDa, demostrando la diversidad y complejidad de la respuesta de anticuerpos específicos inducidos por la presencia de F. hepatica; 12 de 14 pacientes (86%) con fasciolosis comprobada reconocieron un grupo de péptidos cuyo PM estaría entre los 94 y 66 kDa. Esta elevada sensibilidad hace de ellos potenciales candidatos para ser empleados en pruebas serológicas de rutina.

Tello et al. (1988) en orden a mejorar el diagnóstico serológico de la fasciolosis en esa época, evalúo la reacción de inmunofluorescencia indirecta (RIFI), comparándola con el método de fijación del complemento (FC); y demostró que ambas pruebas tenían un 77,14% de correlación y la consideró una herramienta útil en el inmunodiagnóstico de la fasciolosis, con una sensibilidad comparable, y aún levemente mayor que la de FC y que sería una buena alternativa frente a resultados de anticomplementaridad.

Zulantay et al. (1992) usó un IgG ELISA y un antígeno somático soluble de F. hepatica, con el que obtuvo una sensibilidad de 92,3% y una especificidad de 99,4%, en tanto los valores predictivos positivo y negativo fueron de 91,6% y 99,4% respectivamente.

Otro estudio, en el ámbito nacional, realizado en nuestro laboratorio y en el que se utilizó EITB y antígeno E-S del parásito, se describió una alta sensibilidad y especificidad de varios grupos de bandas polipeptídicas de PM aproximados de 96-109; 75-84; 49-50; 38-40; 30-33; y 16-26 kDa (Silva et al., 1993).

En los últimos años, se ha avanzado en el diagnóstico de fasciolosis, se han estudiado nuevos tipos de antígenos, generalmente purificados a partir de productos E-S de F. hepatica, e incluso se ha estado trabajando en moléculas recombinantes en el diagnóstico de la fasciolosis animal.

El primer estudio que identificó y caracterizó una enzima, la cisteín proteinasa de 27 kDa, purificada a partir de ejemplares adultos del parásito, se realizó en Japón. Esta proteína luego fue usada como antígeno en una prueba de ELISA, demostrando ser reconocida por el 100% de los pacientes con fasciolosis que fueron estudiados (Yamasaki et al., 1989). Esta proteasa estaría involucrada en la alimentación, migración y evasión de la respuesta inmune del parásito (Smooker et al., 2000).

En el año 1997, Córdova et al. , mediante inmunoelectroforesis identificó dos antígenos de F. hepatica, Fas 1 y Fas 2, las cuales presentaban actividad de cisteín proteinasa con diferente especificidad proteolítica. Es así como el mismo autor en el año 1999 elaboró un IgG ELISA usando como antígeno ambas cisteín proteinasas, de 26 kDa (Fas 1) y otra de 25 kDa (Fas 2), las que fueron obtenidas a partir de productos E-S del parásito, ambas fueron evaluadas con sueros de 38 pacientes positivos a fasciolosis obteniendo resultados de sensibilidad y especificidad para Fas 1 de 89% y 98%; y para Fas 2 de 95% y 100%, en tanto que los valores predictivos positivo y negativo para ambas fueron de 95% y 96% en el caso de Fas 1 y de 100% y 98% para Fas 2. Con esto se demuestra que IgG ELISA con Fas 2 es altamente sensible y especifico para el inmunodiagnóstico de fasciolosis humana (Córdova et al., 1999).

O' Neill et al. (1998) determinaron que Catepsina L1 (CL1), una cisteín proteinasa secretada por estadios adultos y juveniles de F. hepatica tiene un potencial como agente diagnóstico de la fasciolosis humana. Para ello realizaron un ELISA dentro de una población de 95 pacientes en el Altiplano Boliviano; usaron tres tipos de antígenos: crudo, E-S y CL1; en el caso del antígeno crudo la diferencia entre individuos seronegativos y seropositivos fue pobremente definida, en tanto con los antígenos E-S y CL1 hubo una gran discriminación entre ambos grupos. Esta diferencia fue mejorada al usar un segundo ELISA, pero sobre IgG4 (isotipo predominante en la infección), CL1 identificó menos individuos seropositivos al compararlo con E-S, pero mejoró mucho la discriminación entre individuos seropositivos y seronegativos. En tanto al aplicar esta prueba sobre sueros con otras parasitosis, todos dieron resultados negativos, por lo que se demuestra que además este IgG4 ELISA es especifico en el diagnóstico de fasciolosis.

El mismo grupo de trabajo un año después, utilizó dos ELISA basados en la detección de IgG4, (en suero de pacientes fasciolósicos), producida por una Catepsina L1 recombinante (CL1) (en cDNA de Saccharomyces cerevisiae) y una Catepsina L1 nativa. Los resultados mostraron una significativa correlación estadística entre los resultados de los valores de absorbancia obtenidos con los dos antígenos. Además, no se presentaron reacciones cruzadas con otras parasitosis en ambos casos. Por esta razón, CL1 recombinante presenta un excelente potencial para el desarrollo del primer ensayo estandarizado para un diagnóstico sensible y específico de la fasciolosis humana (O'Neill et al., 1999).

También han sido importantes los estudios respecto al tipo de respuesta inmune montada por parte del hospedero, es así como Maher et al. (1999) utilizando 60 sueros de pacientes egipcios positivos (mediante examen coproparasitario), midió la respuesta isotípica de anticuerpos contra antígeno crudo de gusanos adultos de F. hepatica. Los isotipos IgG1 e IgG 4 fueron encontrados en el 97-100% de los casos. Los anticuerpos IgM, IgA, IgG2 e IgG3 fueron menos dominantes. En el caso de IgG1, este fue encontrado también en sueros de pacientes infectados con otras parasitosis como Schistosoma, E. granulosus y otros; en cambio IgG4 fue detectado exclusivamente en sueros de pacientes con fasciolosis. Esto lleva a la conclusión que el IgG4 ELISA con antígeno crudo de F. hepatica puede ser usado para un correcto y sensible inmunodiagnóstico de fasciolosis humana.

Finalmente a partir de la proteína CL1 se confeccionaron péptidos sintéticos, a los cuales se les evaluó su potencial diagnóstico mediante ELISA usando sueros de bovinos infectados naturalmente, los valores de sensibilidad y de especificidad fueron de 98,9% y 99,8% respectivamente (Cornelissen et al.,2001).

El diagnóstico de rutina de la fasciolosis animal se hace mediante un examen coprológico de sedimentación, que evalúa la presencia de huevos en las heces. Como desventaja este método no detecta infecciones prepatentes y tiene una sensibilidad de sólo el 72,5% en ovinos (Gorman et al., 1990) 76,6% en los porcinos y 83,3% en los equinos (Gorman et al., 1991b). Esto se debe a que el método solo detecta huevos a partir de los tres meses, por lo tanto no detecta infecciones agudas ni prepatentes (Gorman et al., 1990). Además es una técnica que detecta menos positivos cuando la carga parasitaria es baja y cuando existe una eliminación de huevos en forma intermitente. El examen coprológico demora alrededor de 20 minutos por muestra, lo que es mayor al tiempo empleado por muestra con técnicas serológicas (Gorman et al., 1991a).

Otro procedimiento diagnóstico en ocasiones utilizado, pero inespecífico, es el estudio de enzimas celulares ya que el nivel de estas enzimas podrían dar una evidencia circunstancial y no específica, sobre la presencia de F. hepatica (Hawkins, 1984; Ferre et al., 1994). Estos parámetros inespecíficos son el aumento de actividad de las enzimas hepáticas, Gammaglutamiltranspeptidasa (Gamma-GT), Lactato deshidrogenasa ( LDH), Aspartato amino transferasa (TGO) (Martínez, 1999), Sorbitol deshidrogenasa (Hawkins, 1984) correlacionánse su incremento con la intensidad de la infección (Leclipteux et al., 1998)
También se ha detectado una eosinofilia moderada en pacientes con fasciolosis (Apt et al., 1995; Atias, 1991) y en infecciones experimentales en ratas y ratones asociándose incluso, la magnitud de la eosinofilia con la resistencia a la reinfección (Hillyer, 1993).

Avanzar en la detección de la infección se ha convertido en un tema de interés, ya que se podrían disminuir considerablemente las perdidas económicas con un diagnóstico temprano y certero. Al detectar más tempranamente la infección se podría tratar en forma precoz y así disminuir o evitar la contaminación del medio ambiente (praderas) lo que siempre es más efectivo que hacer un tratamiento con fasciolas adultas en el canalículo biliar que ya están eliminando huevos al medio ambiente (Rodríguez y Hillyer, 1995). Por lo tanto, al eliminar los parásitos juveniles antes de que alcancen su madurez sexual se impediría la eliminación de huevos y con esto se podría disminuir la prevalencia de la enfermedad.

La detección de anticuerpos es claramente el método de preferencia para el inmunodiagnóstico de la fasciolosis animal y numerosas pruebas serológicas han sido evaluadas para el diagnóstico de infecciones por F. hepatica. Las pruebas de inmunoprecipitación, hemoaglutinación indirecta (HAI), inmunofluorescencia indirecta (IFI) y pruebas inmunoenzimáticas, pueden ofrecer un diagnóstico temprano de la infección durante el período prepatente (Mercado et al., 1985; Langley y Hillyer, 1989; Pfister, 1990). Sin embargo recientemente algunos autores han estudiado un método inmunoenzimático tipo "sandwich" y ELISA, para el diagnóstico de la distomatosis, a través de la detección de coproantígenos específicos de E-S (Castro et al., 1994; Moustafa et al., 1998; Abdel-Rahman et al., 1999). También se ha detectado la presencia de antígenos y complejos inmunes circulantes, para los cuales se están desarrollando técnicas diagnósticas como la mencionada (Rodriguez-Osorio et al., 1998). Al medir estos antígenos circulantes se obtiene, según algunos autores, un mejor indicador de la infección activa comparada con los niveles de anticuerpos, de tal forma de poder realizar un adecuado manejo clínico de la enfermedad (Rodriguez-Perez y Hillyer, 1995).

La técnica inmuno enzimática de ELISA, emplea el principio de la detección del complejo antígeno anticuerpo (IgG o IgM), mediante conjugados anti inmunoglobulinas especie específicas marcadas con una enzima la cual es revelada por la adición de su sustrato. Esto permite determinar la concentración de antígeno o de anticuerpos, mediante el uso de uno de ellos unido a una fase sólida y el otro en solución. Es una técnica relativamente sencilla que permite procesar un gran cantidad de muestras en un corto período de tiempo, tanto para estudios clínicos como seroepidemiológicos. La detección de anticuerpos mediante ELISA es ampliamente utilizada para el diagnóstico de una serie de enfermedades de interés en medicina veterinaria y ha venido a resolver una serie de limitantes de otras pruebas diagnósticas. Los antígenos mayormente empleados en ella, corresponden a preparados somáticos o productos de E-S, provenientes de tremátodos adultos. El primero de ellos corresponde a un macerado total del parásito adulto y el otro a un derivado metabólico in vitro o productos de E-S de estados adultos de F. hepatica. (Espino et al., 1987; Pfister, 1990).

Una prueba de ELISA puede detectar la respuesta inmune de corderos contra F. hepatica a partir de la segunda semana de infección (Jemli et al, 1992). La sensibilidad y especificidad encontradas en las especies de abasto de nuestro país, bordean los 60% y 70% respectivamente. Se ha descrito además que existiría una asociación entre el número de animales positivos y la carga parasitaria (Gorman et al., 1991a).

Se ha podido comprobar, que la calidad del antígeno en el rendimiento de estas pruebas es esencial, dado que el empleo de un extracto crudo involucra una gran cantidad de determinantes antigénicos, tal vez compartidos con otros parásitos causando reacciones cruzadas o inespecíficas, algunos conservados en sus diferentes estados y otros no. A esta complejidad se le ha denominado, "mosaico antigénico" (Farrell et al., 1981). Diversas metodologías se han utilizado para semipurificar productos de preparados somáticos y de E-S de F. hepatica, desde el más simple como la ultracentrifugación, hasta los más específicos como son los cromatográficos convencionales.

Una línea de investigación sobre la fasciolosis ha sido desarrollada en el laboratorio de Parasitología de la Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias, de la Universidad de Chile, por casi treinta años. Es así como en 1975 se inicia el estudio del polimorfismo enzimático de F. hepatica (Alcaíno et al., 1976), ya en 1978, se comenzó a estudiar la fasciolosis en diversas especies animales (Courtin et al., 1979; Gorman et al., 1979; 1980; Alcaíno et al., 1983a, b; Alcaíno y Aguilar, 1985; Alcaíno et al., 1988; Alcaíno et al., 1990). En 1989, se inició el estudio sobre la evaluación de métodos serodiagnósticos (Gorman et al., 1990; 1991a,b). Ellos han permitido revelar que los extractos parasitarios crudos estudiados mediante inmunoelectroforesis en geles de agarosa (inmunoprecipitación simple y cruzada) y luego analizados mediante SDS-PAGE, una composición antigénica de F. hepatica variada, siendo más complejos los preparados de productos somáticos de fasciolas adultas y de E-S, que los de ejemplares juveniles. Esto se evidenció por la observación de numerosas bandas y arcos de precipitación en los geles de agarosa, correspondientes a complejos antígeno-anticuerpo (Gorman et al., 1992).

Empleando SDS-PAGE en condición de reducción, de los extractos somáticos y de E-S de F. hepatica, se demostró una gran cantidad de bandas, las que luego de la electrotransferencia y posterior revelado con inmuno sondas radio marcadas con I125 y con EITB, se determinó que varias fracciones antigénicas eran promisorias para el inmunodiagnóstico de la etapa prepatente y patente de la fasciolosis (Gorman et al., 1994, 1995). Utilizando los productos de E-S del parásito y sueros en "pool" de animales naturalmente infectados, se encontraron polipéptidos de interés diagnóstico, a partir de los 1,5 meses p.i., de 35-38 y 30-33 kDa. A los 2 meses p.i. se detectaron dos polipéptidos de 26-28 y 19-22 kDa. También se identificaron algunos polipéptidos inespecíficos, detectados en sueros de ovinos sin la infección y sueros de animales con otras parasitosis; tales como hidatidosis o Thysanosoma actinioides (Gorman et al., 1995). Estos últimos por lo tanto, no constituyen fracciones polipeptídicas de importancia diagnóstica, debido a que reaccionaron en forma inespecífica o cruzada respectivamente.

Así por ejemplo, en el caso del preparado E-S, no se logró observar un polipéptido de 12 kDa identificado y destacado, por su relevancia diagnóstica (Hillyer et al., 1988; Hillyer, 1995). En el caso del polipéptido de 17 kDa, caracterizado como importante desde el punto de vista diagnóstico, resultó ser compartido con los otros parasitismos estudiados (Hillyer et al., 1987, 1990; Gorman et al., 1995).

Dada la facilidad de obtención del preparado E-S y su menor "background" se recomienda su uso para estudios en el área. Siendo de interés en él los polipéptidos de 35-38; 30-33; 26-28 y 19-22 kDa, dada la sensibilidad, especificidad y persistencia de ellos en el tiempo (Gorman et al., 1994; 1995). Sin embargo aún su complejidad influye en forma negativa en el rendimiento de las pruebas inmunodiagnósticas, por las reacciones cruzadas o inespecíficas generadas por los determinantes antigénicos compartidos con otras parasitosis (Farrell et al., 1981; Gorman et al., 1994, 1995). Es por ello que la separación y purificación de estos antígenos parasitarios, surge como una alternativa necesaria para aumentar los valores de sensibilidad y especificidad de las pruebas diagnósticas. Por esta razón se realizaron ensayos de semipurificación de este preparado mediante cromatografía, para separar por masa las fracciones que han demostrado una mayor sensibilidad y especificidad, sin embargo cabe destacar que cada "peak" solo es medianamente resuelto por un efecto de traslape de curvas.

Desde el punto de vista diagnóstico mediante SDS-PAGE - Western Blot (WB), demostramos que las fracciones cromatográficas de 400, 150, 29 y menores de 29 kDa, fueron las inmunorreactivos para la enfermedad en animales. La fracción cromatográfica de 29 kDa mediante SDS-PAGE y WB, dio dos bandas de reconocimiento específico, una de 29-30 kDa y otra de 14 kDa aprox, lo anterior en ovinos, equinos, porcinos y bovinos (Gorman y col., 1997, 1998; Fredes y col., 1997). Con esta misma fracción, la prueba de ELISA ofreció valores de sensibilidad y especificidad mayores al 90%, valores que incluso se dieron al enfrentar esta fracción con sueros de ovinos en la etapa prepatente de la infección. Sin embargo, aunque con la fracción cromatográfica de 150 kDa los valores de sensibilidad y especificidad en promedio fueron más bajos, esta no presentó diferencias diagnósticas, en la especie ovina y porcina, entre el examen postmortem y la prueba de ELISA (p<0,05) (Gorman et al., 1996; Fredes et al., 1997).

Gorman et al., en el año 2000, evaluaron el éxito terapéutico de una fracción semipurificada de menos de 30 kDa de F. hepatica , empleando para ello ELISA y EITB para el reconocimiento antigénico por parte de ovinos infectados. En dicho estudio se concluyó que a los 5 meses pos-tratamiento hubo total ausencia de reconocimiento de dicha fracción en los ovinos tratados. Por lo tanto esta fracción de menos de 30 kDa contiene polipéptidos que ofrecen un gran potencial para predecir el éxito terapéutico después de un tratamiento fasciolicida.

En estudios más recientes, en nuestra Facultad de Veterinaria, se obtuvo los polipéptidos, ya mencionados (29kDa y 14 kDa), purificados por separado, mediante la técnica de electroelución, no utilizada anteriormente en nuestro laboratorio. Se realizó una electroforesis en geles de poliacrilamida (SDS-PAGE) de un antígeno de Excreción-Secreción (Ag. E-S) completo de F. hepatica, donde se identificaron los polipéptidos de interés; luego, se cortaron los trozos de gel que los contenían. Al realizar una electroelución de estos trozos, se obtuvo eluídos que contenían cada polipéptido purificado por separado. Posteriormente se evaluó la eficiencia diagnóstica de los eluídos mediante Western Blot, empleando sueros de ovinos detectores: un "pool" de sueros sin fasciolosis, 10 sueros con fasciolosis en etapa prepatente, 30 sueros con fasciolosis en etapa patente, 10 sueros sin fasciolosis pero con otras parasitosis. De esta manera, se obtuvo para el polipéptido de alrededor de 14 kDa, valores de sensibilidad y especificidad de 95 y 100%, respectivamente, mientras que para el polipéptido de alrededor de 29 kDa, estos valores fueron de 97,5 y 100%, respectivamente. En ambos casos se logró altos valores predictivos. Además, se encontraron los valores de sensibilidad para ambas etapas de infección. En la fase prepatente se obtuvo una sensibilidad de 80 y 100% para los polipéptidos de alrededor de 14 y 29 kDa, respectivamente, mientras que con sueros en etapa patente de infección estos valores fueron de 100 y 97%, respectivamente (Sánchez, 2000 Fredes et al., 2001).

Al comparar estos resultados con los obtenidos en WB realizados con fracciones cromatográficas semipurificadas, se observa que la eficiencia diagnóstica mejora al utilizar los polipéptidos purificados. La técnica de electroelución resultó ser un buen aporte, al ser fácil de implementar y altamente eficiente en la obtención de eluídos purificados. Finalmente, de este estudio fue posible concluir que los polipéptidos purificados de alrededor de 14 y 29 kDa, y en especial este último, representan una buena alternativa para el desarrollo de una prueba inmunodiagnóstica de campo (Sánchez, 2000 Fredes y col., 2001).

Estas mismas proteínas fueron evaluadas por separado, pero ahora mediante una técnica de ELISA utilizando para ello sueros de ovinos con fasciolosis, sueros de ovinos sin fasciolosis y sueros de ovinos con otras parasitosis. Así con la proteína de 14 kDa tuvo una sensibilidad baja de un 60% y una especificidad del 100 %, mientras que su valor predictivo positivo fue de un 100% y el negativo de 77%. Los valores de sensibilidad y especificidad obtenidos para la proteína de 29 kDa fueron de un 94% y 98% respectivamente, mientras que el valor predictivo positivo fue de un 97% y el negativo de un 96%. Finalmente, se pudo concluir que la proteína de 14 kDa no mostró ser útil en el inmunodiagnóstico de esta enfermedad mediante ELISA. En cambio la proteína de 29 kDa, debido a sus altos valores de sensibilidad y especificidad, puede ser utilizada en el inmunodiagnóstico de la fasciolosis animal mediante la técnica de ELISA. (Fredes et al., 2003).

En nuestro país, aún no se cuenta con un antígeno recombinante, que permitiría por un lado no depender del parásito para su obtención y lo más importante mejorar, fundamentalmente, los valores de sensibilidad de la prueba de ELISA.

Referencias

- Abdel-Rahman S.M., Malone J.B., O´Reilly K.L. Biochemical characterization and localization of Fasciola hepatica 26-28 kDa diagnostic coproantigen. Parasite Immunol 1999; 21:279- 286.

- Alcaíno H., Baker N.F., Fisk R.A. Enzyme polimorphism in adult Fasciola hepatica. I Esterases. Amer. J. Vet. Res. 1976; 37:1135-1158.

- Alcaíno H., Aguilar A. Actividad antihelmíntica del Closantel y de la combinación febantel + triclorfon en caballos Fina Sangre de Carrera. Arch. Med. Vet. 1985; 17:103-109.

- Alcaíno, H., Vega F., Klein P., Gorman T., Apt W. Fasciolasis en caballos y conejos silvestres (Oryctolagus cuniculus) en la provincia de Curicó, Chile. Parasitol. al Día 1988; 12:136-140.

- Alcaíno H., Apt, W. Algunos antecedentes sobre la fasciolosis animal y humana. Monog. Med. Vet. 1989; 11:14-29.

- Alcaíno H., Vega F., Gorman T., González V., Apt W. Fasciolasis en caballos, cerdos y conejos silvestres de la provincia de Talca, Chile. Parasitol. al Día 1990; 14: 9-13.

- Alcaíno H., Vega F., Gorman T. Epidemiología de la fasciolosis hepática en la VII Región Chile. Parasitol. al Día 1993; 17:99-106.

- Apt, W., Aguilera X., Vega F., Zulantay I., Retamal C., Apt P., Sandoval J. Fasciolosis en poblaciones rurales con alta prevalencia de infección animal. Rev. Med. Chile 1992; 120:621-626.

- Atias, A. Fasciolosis. In: Parasitología Médica 1991. Mediterráneo. Santiago. Chile. pp. 334-340.
- Borie C., Corona S., Garin A., Olea P., Salcedo M., Pérez C., Apt W. Brote familiar de fasciolosis hepática aguda. Rev. Med. Chile 1990; 118:67-72.

- Carnevale S., Rodríguez M., Santillan G., Labbe J., Cabrera M., Bellegarde E., Velasquez J., Trgovcic J., Guarnera E. Immunodiagnosis of human fasciolosis by enzime-linked immunosorbent assay (ELISA) and a Micro-ELISA. Clin. Diag. Lab. Immunol. 2001; 8:174-177.

- Castro J., Dumenigo B., Espino A. Detección de coproantígenos para evaluar infección activa por Fasciola hepatica en ganado bovino. Parasitol. al Día 1994; 18:33-38.

- Chen M.G., Mott K.E. Progress in assessment of morbidity due to Fasciola hepatica infection: A review of recent literature. Trop. Diseases Bul. 1990; 87: 38 p.

- Cordero M, Rojo F., Martínez A., Sánchez M., Fernández S., Navarrete I., Diez P., Quiroz H., Carvalho M. Parasitología Veterinaria. 1999. Editorial McGraw-Hill Interamericana, España. pp: 260-262.

- Cordova M., Herrera P., Nopo, L., Bellatin J., Naquira C., Guerra H., Espinoza J. Fasciola hepatica cystein proteinases: immunodominant antigen in human fasciolosis. (Abstract). Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997; 57:660-666.

- Cordova M., Reategui L., Espinoza J. ImmunodiagnosIs of human fasciolosis with Fasciola hepática cystein proteinasas. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 1999; 93:54-57.

- Cornelissen J. B., Gaasenbbeek P. H., Borgsteede F. H., Holland W., Harmsen M., Boersma W. Early immunodiagnosis of fasciolosis in ruminants using recombinant Fasciola hepatica cathepsin L-like protease. Int. J. Parasitol. 2001; 31:728-737.

- Courtin S., Alcaíno H., Ferriere G. Platelmintos del conejo silvestre (Oryctolagus cuniculus) en la cordillera de Nahuelbuta, Chile. Arch. Med. Vet. 1979; 11:23-26.

- Dan M., Lichtenstein D., Lavochkin J., Starrorowski M., Jedwab M., Shibolet S. Human fasciolosis in Israel. An imported case. Isr. Jour. Med. Sci. 1981; 17:430-432 (citado por Mas-Coma, S.; Bargues, M.; Esteban, J. 1999. Human Fasciolosis. In: Fasciolosis. Dalton, J.P. . Ed. CABI. N.Y., USA: pp411-434.

- Duménigo B., Espino A., Finlay C., Meza M. Kinetics of antibody based antigen detection in serum and faeces of sheep experimentally infected with Fasciola hepatica. Vet. Parasitol. 1999; 86:23-31.

- Dunn A. Helmintología veterinaria. 1983. 2da Ed. El Manual Moderno S.A., México D.F. pp 112-137.

- Diaz A., Li-Elias O., Otero O., García C., Espino A. Identificación mediante WB de inmunógenos de Fasciola hepática, reconocidos por los sueros de ratas infectadas experimentalmente. Rev. Cubana Med. Trop. 1998; 50:12-17.
- Espino A., Dumenigo B., Fernandez R., Finlay C. Immunodiagnosis of human fasciolosis by enzyme-linked immunosorbent assay using excretory-secretory products. Am. J. Trop. Hyg. 1987; 37:605-608.

- Espino A., Marcet R., Finlay C. Detection of circulating excretory secretory antigens in human fasciolosis by sandwich enzyme linked immunosorbent assay. Jour. Clin. Microb. 1990; 23: 2637-2640 (citado por Hillyer, G. 1999. Immunodiagnosis of human and animal fasciolosis. In: Fasciolosis. Dalton, J.P. . Ed. CABI. N.Y., USA. pp. 435-447)

- Espino A., Finlay, C. Sandwich enzyme-linked immunosorbent assay for detection of excretoty-secretory antigens in human with fascioliasis. J. Clin. Microb. 1994; 32:190-193 (citado por Hillyer, G. 1999. Immunodiagnosis of human and animal fasciolosis. In: Fasciolosis. Dalton, J.P. . Ed. CABI. N.Y., USA. pp. 435-447)

- Espino A., Padron L., Dumenigo A., Laferte J. Ultramicro ELISA indirecto para la detección de anticuerpos IgG en pacientes con fasciolosis. Rev. Cubana Med. Trop.1997; 49:167-173.

- Espino A., Borges A., Dumenigo B. Fecal antigens of Fasciola hepatica potentially useful in the diagnosis of fascioliasis. (Abstract). Rev. Panam. Sal. Pub. 2000; 7:225-231.

- Esteban J.G., Barguez M.D., Mas-Coma S. Geografical distribution, diagnosis and treatment of human fasciolosis, a review. Res. Rev. Paras. 1998; 58: 13-48 (citado por Mas-Coma, M.; Esteban, J.; Bargues, M. Epidemiología de la fasciolosis humana: revisión y propuesta de nueva clasificación. Bull. World Health Org. 1999; 77:340-346)

- Farrel, L.C.J.; Shen, D.T.; Wescott, R.B.; Lang, B.Z. An enzyme-linked immunosorbent assay for diagnosis of Fasciola hepatica infection in cattle. Am. J. Vet. Res. 1981; 42: 237-240.

- Ferre Y., Barrio J.P., González-Gallego J., Rojo-Vázquez F.A. Appetite depression in sheep experimentally infected with Fasciola hepatica. Vet. Parasitol. 1994; 55: 71-79.

- Fredes F., Gorman T., Silva M., Alcaíno H. Evaluación diagnóstica de fracciones cromatográficas de Fasciola hepática mediante Western Blot y ELISA en animales infectados. Arch. Med.Vet.1997; 29:283-294.

- Fredes F., Sánchez C., Gorman T., Alcaíno H. Purificación de antígenos de Fasciola hepatica mediante electroelución y su aplicación inmunodiagnóstica mediante Western Blot en la infección animal. Parasitol. al día 2001; 25:19-23.

- González, H. 1982. Pérdidas económicas producidas por las parasitosis de los rumiantes. In: Jornadas Médico Veterinarias, 8a Valdivia, Universidad Austral de Chile. p. 39-48.

- Gorman T., Alcaíno H., Vidal H., Berardi L., Plaza J. Prevalencia y tendencia de la distomatosis y triquinosis en la VII Región. Arch. Med. Vet. Supp. 1979; 1: 123-128.

- Gorman T., Plaza J., Cartes J. Tendencias de algunas zoonosis parasitarias en porcinos y bovinos de la zona centro sur de Chile. Arch. Med. Vet. 1980; 12:30-43.
- Gorman T., Wenzel J., Lorca M., Ibarra L., San Martín B., Alcaíno H. Pruebas de inmunoprecipitación y hemoaglutinación indirecta en el diagnóstico de la fasciolosis ovina. Parasitol. al Día 14 1990; (3-4): 51-56.

- Gorman T., Moreno P., Lorca M., Ibarra L., Alcaíno H. Inmunodiagnóstico de la fasciolosis animal mediante una prueba inmunoenzimática (ELISA). Parasitol. al Día 1991a; 15:87-93.

- Gorman T., Bravo J., Lorca M., Ibarra L., Alcaíno H. Diagnóstico de la fasciolasis de equinos y porcinos mediante dobledifusión, contrainmunoelectroforesis y hemoaglutinación indirecta. Arch. Med. Vet. 1991b; 23:123-130.

- Gorman T., Concha V., Alcaíno H., Fredes F., González, H., Ferreira A. Caracterización de antígenos de Fasciola hepatica mediante inmunoprecipitación en agarosa. Parasitol. al Día 1992; 16:81-86.

- Gorman T., Concha V., Fredes F., Ferreira A., Valdes A., Alcaíno H. Detección de antígenos de interés diagnóstico en infecciones animales por Fasciola hepática. Parasitol. al Día 1994; 18:26-32.

- Gorman T., Jaque S., Fredes F., Silva M. Importancia diagnóstica de fracciones antigénicas de Fasciola hepática separadas por cromatografía de exclusión por tamaño molecular y analizadas mediante inmunoelectrotransferencia en condiciones nativas y de denaturación- reducción. Parasitol. al Día 1996; 20:38-44.

- Gorman T., Aballay J., Fredes F., Silva M., Aguillón J.C., Alcaíno H. Immunodiagnosis of fasciolosis in horses and pigs using Western Blots. Intern. J. Parasitology. 1997; 27:1429-1432.

- Gorman T., Sánchez R., Fredes F., Alcaíno H. Inmunodiagnóstico de fasciolosis bovina mediante ELISA y Western Blot. Parasitol al Día 1998; 22:16-22.

- Gorman T., López C, Fredes F., Alcaíno H. Monitoreo inmunológico de éxito terapéutico en fasciolosis ovina empleando un antígeno semipurificado de <30 kDa. Parasitol al Día 2000; 24: 27-34.

- Hammami H., Ayadi A., Camus D., Dutoit E. Diagnostic value of the demostration of specific antigen of Fasciola hepatica by western blot technique. Parasite. 1997; 4:291-295.

- Hawkins C. The use of haemoglobin, packed-cell volume and serum sorbitol dehydrogenase as indicators of the development of fascioliasis in sheep. Vet. Parasitol. 1984; 15:125-133.

- Hillyer G., Haroun E., Hernández A., Soler De Galanes M. Acquired resistance to F. hepatica in cattle using purified adult worm antigen. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1987; 37:363-369.

- Hillyer G., Soler De Galanes M. Identification of a 17 kDa Fasciola hepatica immunodiagnostic antigen by the enzyme-linked immunotransfer blot technique. J. Clin. Microb. 1988; 26:2048-2053.
- Hillyer G., Soler De Galanes M., García M., Montealegre F. Acquired immunity in schistosomiasis with purified Fasciola hepatica cross-reactive antigens. Vet. Parasitol.1988; 29:265-280.

- Hillyer G., García M., Soler De Galanes M. Identification of F. hepatica molecules with immunodiagnostic and immunoprophylactic potential.1990. In: Basic Research in Helminthiases. Ed. Ehrlich, R.; Nieto, A.; Yarzábal, L. Ed. Logos. Montevideo Uruguay. pp.239-259.

- Hillyer G., Soler M., Rodríguez J., Bjorland J., Silva M., Ramírez S., Bryan R. Use of the Falcom assay screening test- enzyme-linked immunossorbent assay (fast-ELISA) and the enzyme-linked immunoelectrotransfer blot (EITB) to determine the prevalence of human fasciolosis in the Bolivian Altiplano. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1992; 46:603-609.

- Hillyer G. Serological diagnosis of Fasciola hepatica. Parasitol. al Día 1993; 17:130-136.

- Hillyer G. Comparison of purified 12 kDa and recombinant 15 kDa Fasciola hepatica antigens related to a Schistosoma mansoni fatty acid binding protein. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 1995; 90:249-253.

- Hillyer, G. Immunodiagnosis of human and animal fasciolosis. 1999. In: Dalton, JP. Fasciolosis. Ed. CABI. N.Y., USA. pp. 435-447.

- Jemli M.H., Escoula L., Magnaval J.F., Dorchies P. Exploration de la résponse immunitaire chez l'agneau infesté expérimentalement par Fasciola hepatica. Revue Méd. Vét. 1992; 143:355-360.

- Khalil G., Abdel T.M., Maklad M.Kh., Abdallah Hm., Fahmy I.A., Elzayyat E.A. Specificity of crude and purified Fasciola antigen in immunodiagnosis of human fasciolosis. J. Egyp. Soc. Parasitol. 1990; 20:87-93.

- Karnaukhov V.K. The life-span of Fasciola in man. Med. Par. Par. Bol. 1978; (citado por Mas-Coma, S.; Bargues, M.; Esteban, J. 1999. Human Fasciolosis. In: Dalton, J.P. Fasciolosis.. Ed. CABI. N.Y., USA. pp. 411-434).

- Langley R., Hillyer G. Detection of circulating immune complexes by the enzyme-linked immunosorbent assay in sera from cattle infected with Fasciola hepatica. J. Parasitol. 1989; 75:690-695.

- Maher K., El Redi R., El Hoda A., El Ghannam M., Shaheen H., Shaker Z., Hassanein H. Parasite-specific antibody profile in human fasciolosis: aplication for immunodiagnosis of infection. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1999; 61:738-742.

- Mas-Coma M., Esteban J., Bargues M. Epidemiología de la fasciolosis humana: revisión y propuesta de nueva clasificación. Bull. World Health Org. 1999a; 77:340-346.

- Mas-Coma M., Bargues M., Esteban J. Human Fasciolosis. 1999b. In: Dalton, J.P. Fasciolosis. Ed. CABI. N.Y., USA. pp. 411-434.

- Mercado R., Canales M., Atias A. Inmunoelectroforesis, doble difusión en agar y hemaglutinación indirecta en fasciolosis hepática humana. Parasitol. al Día 1985; 9:36-39.

- Mercado R. Detección de péptidos inmunoreactivos de Fasciola hepática con sueros de personas infectadas mediante enzimoinmunoelectrotransferencia. Bol. Chil. Parasitol. 1989; 44:86-88.

- Morales M.A., Luengo J., Vásquez J. Distribución y tendencia de la fasciolosis en ganado de abasto de Chile, 1989-1995. Parasitol. al dia 2000; 24:115-118.

- Moustafa N.E., Hegab M.H., Hassan M.M. Role of ELISA in early detection of Fasciola copro antigens in experimentally infected animals. J. Egypt. Soc. Parasitol. 1998; 28:379-387.

- O'Neill S., Parkinson M., Strauss W., Angles R., Dalton J. Immunodiagnosis of Fasciola hepatica infections (fascioliasis) in a human population in the Bolivian Altiplano using purified cathepsine L cysteine proteinase. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1998; 58:417-423.

- O'Neill S., Parkinson M., Dowd Aj., Strauss W., Angles R., Dalton J. Immunodiagnosis of human fasciolosis using recombinant Fasciola hepatica cathepsine L-1 cysteine proteinase. (Abstract). Am. J. Trop. Med. Hyg. 1999; 60:749-751.

- Pelayo L., Espino A., Dumenigo B., Finlay C. Detección de anticuerpos, antígenos y complejos inmunes circulantes en la fasciolosis aguda y crónica. Resultados preliminares. Rev. Cubana Med. Trop. 1998; 50:209-214.

- Pfister K. Serodiagnosis of fasciolosis in ruminants. Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1990; 9:511-518.

- Rodríguez-Osorio M., Rojas J., Gómez-García V. Fasciola hepatica: partial characterization of circulating antigens. J. Parasitol. 1998; 84:1053-1055.

- Rodríguez-Perez J., Hillyer G. Detection of excretory-secretory circulating antigens in sheep infected with Fasciola hepatica and with Schistosoma mansoni and F. hepatica. Vet. Parasitol. 1995; 56:57-66.

- Rojas M. Parasitismo de los animales domésticos. 1990. 1ª Edición, Editorial Maijosa, Perú. pp:112-121.

- Sampaio-Silva M.L., Da Costa J.M., Da Costa A.M., Pires M.A., Lopes S.A., Castro A.M., Monjour I. Antigenic component of excretory-secretory products of adult Fasciola hepatica reconognized in human infections. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1996; 54:146-148.

- Shaheen H., Kamal K., Farid Z., Mansour N., Boctor F., Woody J. Dot-enzyme linked immunossorbent assay (dot-ELISA) for the rapid diagnosis of human fasciolosis. J. Parasitol. 1989; 75:549-552.

- Shaker Za., Demerdash Za., Mansour Wa., Hassanein Hi., El Mohandes M, El Gindy Hi. Purification and characterization of a specific Fasciola antigen. (Abstract). J. Egypt Soc. Parasitol. 1994a. 24:309-316.
- Shaker Za., Demerdash Za., Mansour Wa., Hassanein Hi., El Baz Hg., El Gindy Hi. Evaluation of specific Fasciola antigen in the immunodiagnosis of human fasciolosis in Egypt. (Abstract). J. Egypt Soc. Parasitol. 1994b; 24:463-470.

- Silva M.A., Urarte E., Mercado R., Gorman T. Aplicación de inmunoelectrotransferencia empleando antígenos de excreción- secreción en el diagnóstico de la fasciolosis humana. Parasitol.al Día 1993; 17:144-146.

- Smooker P., Whisstock J., Irving J., Siyaguna S., Spithill T., Pike R. A single amino acid substitution affect substrate specificity in cysteine proteinase from Fasciola hepatica. (Abstract). Prot. Sc. 2000; 9:2567-2572.

- Soulsby E.J.L. Parasitología y enfermedades parasitarias. 1987. 7°ed. Interamericana, México. pp. 36-37.

- Tello P., Salinas P., Logueiro S., Obon A., Ojeda M. Evaluación de una técnica de inmunofluorescencia indirecta para el diagnóstico serológico de la fasciolosis humana. Bol. Chil. Parasitol. 1988; 44:25-27.

- Urquhart G.M., Armour J., Duncan A.M., Jennings F.W. Parasitología Veterinaria. 2001. 2° Ed. Acribia S.A. Zaragoza, España. pp. 117-127.

- Yamasaki H., Aoki T., Oya H. A cystein proteinase fron the liver fluke Fasciola spp. Purification, characterization, localization and application to immunodiagnosis. Jpn. J. Parasitol. 1989; 38:373-384.

- Zulantay I., Aguilera X., Apt W., Vargas F., Rodríguez J. Ensayo inmunoenzimatico ELISA IgG aplicado al diagnóstico de la fasciolosis hepática humana crónica. Parasitol. al Día 1992; 16:29-34.




Recibido 09/nov/2004
Aceptado 25/nov/2004
Editor Responsable Adolfo Godoy